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Rapports scientifiques volume 12, Numéro d'article : 16579 (2022) Citer cet article

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Le rat de coton (Sigmodon) est le petit modèle animal préclinique de référence pour les pathogènes viraux respiratoires, en particulier pour le virus respiratoire syncytial (VRS). Cependant, sans génome de référence ou transcriptome publié, les études nécessitant une analyse de l'expression génique chez les rats du coton sont sévèrement limitées. Les objectifs de cette étude étaient de générer un transcriptome complet à partir de plusieurs tissus de deux espèces de rats de coton qui sont couramment utilisés comme modèles animaux (Sigmodon fulviventer et Sigmodon hispidus), et de comparer et contraster les changements d'expression génique et les réponses immunitaires à l'infection par le VRS entre les deux espèces. Les transcriptomes ont été assemblés à partir des poumons, de la rate, des reins, du cœur et des intestins pour chaque espèce avec un contig N50> 1600. L'annotation des contigs a généré près de 120 000 annotations génétiques pour chaque espèce. Les transcriptomes de S. fulviventer et S. hispidus ont ensuite été utilisés pour évaluer la réponse immunitaire à l'infection par le VRS. Nous avons identifié 238 gènes uniques qui sont exprimés de manière significativement différentielle, y compris plusieurs gènes impliqués dans l'infection par le VRS (par exemple, Mx2, I27L2, LY6E, Viperin, Keratin 6A, ISG15, CXCL10, CXCL11, IRF9) ainsi que de nouveaux gènes qui n'ont pas été décrits précédemment. dans la recherche sur le VRS (LG3BP, SYWC, ABEC1, IIGP1, CREB1). Cette étude présente deux références complètes de transcriptome comme ressources pour les futures études d'analyse de l'expression génique dans le modèle de rat de coton, ainsi que fournit des séquences de gènes pour la caractérisation mécaniste des voies moléculaires. Dans l'ensemble, nos résultats fournissent des informations généralisables sur l'effet de la génétique de l'hôte sur les interactions hôte-virus, ainsi que l'identification de nouvelles cibles thérapeutiques de l'hôte pour le traitement et la prévention du VRS.

Le virus respiratoire syncytial (VRS) est la principale cause d'infection des voies respiratoires inférieures (IVRI) chez les enfants de moins de deux ans, ainsi que chez les personnes immunodéprimées et les personnes âgées, entraînant 33 millions d'IVRI, 3,2 millions d'hospitalisations et près de 120 000 décès dans le monde chaque année1. Il n'existe actuellement aucun vaccin contre le VRS approuvé et un seul anticorps monoclonal préventif (palivizumab), dont l'utilisation est limitée aux enfants à haut risque en raison des coûts2,3. Étant donné que 93 % des cas d'IVRI à VRS et 99 % de la mortalité à VRS surviennent dans les pays en développement, le besoin d'un vaccin efficace et d'agents préventifs à faible coût est essentiel1. L'échec du vaccin contre le VRS inactivé au formol dans les années 1960, qui a provoqué une augmentation de la maladie chez les vaccinés lors de la rencontre avec le virus, a entravé le développement de nouveaux vaccins contre le VRS pendant des décennies4–6. Cependant, il y a eu récemment un effort renouvelé pour développer des agents préventifs contre le VRS, avec 14 vaccins candidats et des stratégies antivirales alternatives contre le VRS (anticorps recombinants7, nanocorps8, inhibiteurs de petites molécules et analogues9) qui sont à divers stades de développement10. Cela met en évidence le besoin critique d'un modèle préclinique approprié pour le développement de vaccins et de médicaments contre le VRS.

Le rat de coton (genre Sigmodon) est considéré comme le modèle animal "de référence" pour l'infection par le VRS par rapport aux souris et aux autres animaux car il est 100 fois plus permissif que la majorité des souris de laboratoire à l'infection par le VRS et le VRS infecte à la fois ses parties supérieure et inférieure. voies respiratoires semblables à celles des humains11–13. Les rats de coton ont également prédit avec précision l'efficacité des deux thérapeutiques contre le VRS approuvées par la FDA (RespiGam®, Palivizumab®)14–17. En plus du VRS, des rats de coton ont été utilisés pour étudier d'autres virus respiratoires humains importants, à savoir le virus de la grippe A18,19, le virus parainfluenza20,21, la rougeole22, le métapneumovirus humain23, l'entérovirus D6824 et le rhinovirus humain25, en raison de la large sensibilité et caractéristiques de maladies humaines comparables26. Malheureusement, les études comparant les changements transcriptomiques chez les rats de coton ont été limitées en raison du manque de génome de référence accessible au public pour toutes les espèces de rats de coton. Auparavant, nous avons publié un transcriptome de tissu pulmonaire induit par le VRS chez S. hispidus27. Cependant, dans cette étude, nous n'avions analysé l'expression que dans un seul type de tissu, et elle était limitée à une seule espèce de rat du coton (S. hispidus). Comme le montrent des études antérieures, les spécificités de S. fulviventer et de S. hispidus diffèrent par la gravité de la maladie vis-à-vis des agents pathogènes viraux (c'est-à-dire le virus parainfluenza28, le VIH29) et la structure de la communauté du microbiome30. Les principaux objectifs de cette étude étaient de développer des transcriptomes complets pour les deux espèces et de comparer et contraster les changements d'expression génique lors de l'infection par le VRS.

À cette fin, nous avons séquencé l'ARN total de plusieurs tissus (poumon, rate, cœur, rein, côlon) d'animaux sains et généré un transcriptome complet en utilisant un assemblage de novo avec annotation fonctionnelle pour deux espèces de rats du coton (S. fulviventer et S. hispide). Nous avons ensuite infecté chaque espèce de rat de coton avec la souche RSV A / Long aux côtés de témoins non infectés et avons utilisé nos références de transcriptome pour déterminer les gènes exprimés de manière différentielle après l'infection par le RSV.

L'ARN total a été extrait de sections de rate, de cœur, de rein, de poumon et de côlon prélevés sur des S. fulviventer et S. hispidus sains âgés de 4 à 6 semaines pour un assemblage complet du transcriptome (tableau supplémentaire 1). Les bibliothèques RNA-seq ont été séquencées à une profondeur de 50 millions d'extrémités appariées 2 × 150 par échantillon. Après le séquençage du QC de lecture, nous avons regroupé les données de tous les tissus sains (n = 2 par espèce, poumon n = 4 par espèce) pour générer 456 millions de lectures appariées pour S. fulviventer (teneur en GC 54,9 %) et 465 millions de lectures appariées. pour S. hispidus (teneur en GC 53,1 %). Le transcriptome de chaque espèce a été généré à l'aide d'un assemblage de novo, qui a ensuite été utilisé comme base de données de référence pour évaluer les modifications transcriptomiques induites par le VRS dans les poumons des animaux infectés par rapport aux témoins non infectés.

Pour chaque espèce, les lectures séquencées des 5 types de tissus ont été combinées. Trinity31 a été utilisé pour l'assemblage de novo de contigs (également appelés « transcriptions ») après normalisation in silico pour obtenir une couverture moyenne de 50x. L'assembleur a généré plus de 1,3 million de contigs par espèce, qui ont ensuite été filtrés en fonction de la longueur32 et de la redondance33,34 (tableau supplémentaire 1). Les statistiques d'assemblage suivantes sont présentées dans le tableau 1. Chaque transcrit s'est vu attribuer un identifiant unique qui désigne chaque «gène» (S. fulviventer = 587 619, S. hispidus = 559 830) et leurs «isoformes» épissées alternativement (S. fulviventer = 620 569, S. hispidus = 592 099). Les transcrits assemblés des deux espèces avaient une teneur en GC de 43 % et un contig N50> 1600 (qui dépasse N50 des autres assemblages de transcriptome publiés35,36,37). L'Ex90N50, qui est le N50 mais limité aux 90 % supérieurs du total des transcriptions normalisées, était de 2 503 (S. fulviventer, # transcriptions = 108 995) et 2 162 (S. hispidus, # transcriptions = 240 587) (tableau 1).

Le nombre de transcrits et leurs niveaux d'expression variaient selon le type de tissu, et plusieurs transcrits étaient spécifiques au tissu, le poumon ayant le plus grand nombre de transcrits uniques (S. fulviventer = 47 448, S. hispidus = 38 270) (Fig. 1A, B ). D'autres transcrits ont été trouvés soit dans les 5 tissus (S. fulviventer = 216 307, S. hispidus = 225 833), soit dans une combinaison de deux ou plusieurs types de tissus (Fig. 1A, B). De nombreux transcrits ont été exprimés de manière différentielle entre les tissus (S. fulviventer = 49 215, S. hispidus = 55 415) comme déterminé par DESeq2 et visualisé par regroupement hiérarchique de cartes thermiques38 (Fig. 1C, D). L'analyse des composants principaux montre une différence significative dans les modèles d'expression génique entre les espèces et différents échantillons de tissus, indiquée par un fort regroupement basé sur les espèces et le type de tissu (Fig. 1E). Après l'assemblage, les transcrits ont été annotés à l'aide de la base de données de séquences de protéines (SwissProt) pour rechercher une homologie avec d'autres espèces. Pour les deux espèces, les transcrits partageaient l'homologie la plus élevée avec Mus musculus (54%), Homo sapiens (17%) et Rattus rattus (13%) (Fig. 1F).

Assemblage du transcriptome de Sigmodon avec Trinity. (A, B) Graphique UpSet de transcrits superposés et spécifiques aux tissus exprimés dans la rate (bleu), le cœur (vert), les reins (rouge), le côlon (orange) et les poumons (bleu) des deux (A) S. fulviventer (n = 2) et (B) S. hispidus (n = 2). Les barres pour les séquences qui se chevauchent sont affichées en noir, tandis que les barres pour les séquences uniques à des organes individuels sont affichées dans les couleurs correspondantes. Le nombre de transcriptions qui se chevauchent est indiqué au-dessus de chaque barre, avec une comparaison d'organes individuels sur l'axe y. Le nombre de gènes uniques par tissu est représenté par le barplot horizontal. (C, D) Regroupement hiérarchique et carte thermique par score Z de tous les transcrits exprimés de manière différentielle (Q < 0,001, L2fc > 2, distance euclidienne) dans des échantillons de tissus individuels de (C) S. fulviventer et (D) S. hispidus. (E) Analyse en composantes principales (PCA) des transcrits exprimés dans les tissus sains des deux espèces. (F) Source taxonomique des annotations génétiques déterminées par NCBI BlastX. Les données représentent les annotations du transcriptome de S. fulviventer ; S. hispidus non représenté mais varie de ~ 1% dans toutes les catégories sauf "autre".

Pour évaluer la qualité de notre assemblage (tableau 1), nous avons cartographié l'assemblage complet vers les lectures de qualité à l'aide de Bowtie239 pour trouver 81,9 % et 87,9 % des lectures ont été utilisées lors de l'assemblage du transcriptome de S. fulviventer et de S. hispidus respectivement. , pour lequel > 70% est indicatif de bonne qualité. Nous avons également évalué l'exhaustivité du transcriptome en recherchant des groupes BUSCO40 conservés au cours de l'évolution à partir de l'ensemble de données de lignée vertebrata_odb10 (total n = 3354) dans notre ensemble de données. L'assemblage de S. fulviventer avait 92,7 % de BUSCO complets (Complet : 3109 [Complet&Single : 785, Complete&Duplicated : 2324], Fragmented : 154, Missing : 91), et S. hispidus avait 90,2 % de BUSCO complets (Complet : 3025 [Complete&Single : 2599 , Complete&Duplicated:426], Fragmented:194, Missing:135). Toutes les statistiques de qualité d'assemblage sont également présentées dans le tableau 1. Les assemblages finaux de transcriptome de référence pour chaque espèce sont mis à disposition sous forme de fichier supplémentaire 1 (S. hispidus) et de fichier supplémentaire 2 (S. fulviventer).

Les transcriptions ont été annotées de manière fonctionnelle à l'aide du pipeline Trinotate (https://trinotate.github.io/). Des références de transcriptome ont été générées pour chaque espèce indépendamment. Tout d'abord, les transcriptions de rats de coton ont été alignées sur une base de données d'annotation de protéines non redondante (UniProt41) - qui contient des séquences de 14 132 taxons différents (http://web.expasy.org/docs/relnotes/relstat.html) - basée sur l'homologie de séquence via BLASTx42 (valeur e de coupure < 1e-05). Nous avons annoté 118 060 transcrits comprenant 18 726 gènes uniques pour S. fulviventer et 117 153 transcrits comprenant 18 380 gènes uniques pour S. hispidus sur les ~ 600 000 transcrits assemblés pour chaque espèce (tableau 1). Les régions codantes ont ensuite été identifiées sur la base de cadres de lecture ouverts (S. fulviventer = 118 159, S. hispidus = 113 999). Les transcrits codant pour les protéines ont été annotés à l'aide de BLASTp42 (valeur e seuil <1e05) par rapport à la base de données UniProt41 pour identifier > 30 000 protéines annotées par espèce (~ 17 000 protéines après filtrage des annotations en double). Les protéines ont ensuite été annotées en fonction des domaines protéiques (> 5 000), des hélices transmembranaires (> 18 000) et des protéines de signalisation (> 7 700). Toutes les statistiques d'annotation peuvent être trouvées dans le tableau 1, et le rapport d'annotation complet peut être consulté dans le fichier supplémentaire 3.

En plus des annotations de noms de gènes, l'alignement BLAST sur UniProt a également attribué plusieurs termes fonctionnels pour décrire les gènes, y compris Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG) Pathways43, Gene Ontology (GO)44 et EggNOG orthology45. Les termes d'ontologie génétique (GO) décrivent les propriétés fonctionnelles des gènes et leurs relations les uns avec les autres. Un ou plusieurs termes GO ont été attribués à 98,35 % de transcriptions annotées de S. fulviventer (n = 116 115) et à 98,45 % de transcriptions annotées de S. hispidus (n = 115 332). Les termes GO ont été regroupés en 3 catégories : processus biologiques, composants cellulaires et fonction moléculaire (Fig. 2). Les gènes de S. fulviventer et de S. hispidus avaient un ratio similaire de GO associés. Les principales GO des processus biologiques comprenaient les « processus métaboliques des composés azotés cellulaires » (~ 25 %), les « processus métaboliques de l'ADN » (~ 17 %), le « transport » (~ 16 %) et le « développement de la structure anatomique » (~ 15 %) (Fig. 2A). Les GO des composants cellulaires se composaient principalement d '«organites» (~ 38%), de «cytoplasme» (~ 24%), de «cytosol» (~ 18%) et de «noyau» (16%) (Fig. 2B). Les GO de fonction moléculaire les plus courants comprennent la « nucléotidyltransférase » (~ 15 %), la « nucléase » (~ 15 %), la « liaison enzymatique » (~ 9 %) et la « liaison à l'acide nucléique » (ARN = 8 %, ADN = 8 %) (figure 2C).

Annotation du transcriptome de Sigmodon. (A) Processus biologiques, (B) composants cellulaires et (C) fonction moléculaire Termes de SwissProt Gene Ontology (GO) sur l'axe des x (total des GO dans les catégories respectives, y compris les chevauchements représentés dans les légendes des figures) avec le nombre de GO (pourcentage de total ~ 107 k transcrits annotés) sur l'axe y ; GO attribués à la base de données TrEMBL/SwissProt à l'aide de Trinotate v.3.2.2. (D) Top 25 KEGG et (E) voies spécifiques au système immunitaire sur l'axe des x avec le nombre total de gènes codant pour les protéines sur l'axe des y ; voies attribuées à l'aide du CDS déterminé par TransDecoder suivi de GhostKOALA (https://www.kegg.jp/ghostkoala/).

La majorité des voies KEGG identifiées appartenaient au métabolisme et à la signalisation, en particulier à la biosynthèse des métabolites secondaires, aux interactions ligand/cytokine/récepteur métallique et à une variété de voies de signalisation (Fig. 2D, voir également la figure S1A pour la distribution de "signalisation et transport membranaire" KEGG voies). Nous avons examiné les voies KEGG immuno-spécifiques pour mettre en valeur le grand nombre de gènes pertinents identifiés dans le transcriptome de novo, y compris la signalisation des chimiokines, la signalisation des récepteurs cellulaires innés et adaptatifs, les cascades du complément et la différenciation des lymphocytes (Fig. 2E). KEGG fournit également une cartographie génétique contre de nombreuses voies d'infection, y compris des agents infectieux modélisés avec succès chez des rats de coton, à savoir la grippe18, le VIH-129 et la rougeole22 (Figure S1B). Nous avons cartographié les annotations génétiques de S. fulviventer et de S. hispidus aux gènes hôtes associés à la voie KEGG de l'infection grippale, qui englobait 94, 3% des gènes nécessaires lors de l'infection grippale (Fig. 3). Toutes les autres voies peuvent être reconstruites et visualisées à l'aide de l'outil de reconstruction de KEGG (https://www.kegg.jp/kegg/mapper/reconstruct.html) en utilisant les données incluses dans le fichier supplémentaire 4.

The Influenza Disease Pathway (adapté de Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes [KEGG]). 99 des 105 gènes essentiels de la pathogenèse de la grippe ont été assemblés et annotés avec succès dans notre transcriptome de novo de S. fulviventer et S. hispidus. Créé avec BioRender.

Nous avons infecté par voie intranasale S. fulviventer et S. hispidus avec 105 PFU de RSV A/Long ou PBS (comme contrôle d'infection simulé) et avons récolté les poumons 5 jours après l'infection pour analyse. L'infection a été confirmée par qRT-PCR ciblant l'ARNm du RSV G et F, où une copie d'ARN significativement plus élevée a été trouvée chez l'animal infecté, alors que les témoins non infectés n'avaient pas d'amplification des ARN viraux (Fig. 4A). Il n'y avait pas de différence significative dans les niveaux d'ARN viral entre S. fulviventer et S. hispidus après une infection de 5 jours (p = 0,3491, test de comparaisons multiples de Tukey). Le tissu pulmonaire a été évalué pour l'histopathologie (Fig. 4B) et noté à l'aveugle pour 4 paramètres inflammatoires comme décrit dans les méthodes : péribronchiolite, périvasculite, pneumonie interstitielle et alvéolite (Fig. 4C). Chaque animal infecté avait un score de pathologie cumulé significativement plus élevé par rapport aux témoins non infectés, indiquant une infection réussie (Sf p = 0, 0020, Sh p = <0, 0001, test de comparaisons multiples de Tukey) (Fig. 4C). L'ARN a ensuite été séquencé comme décrit et les lectures ont été alignées sur le transcriptome de référence précédemment annoté pour chaque espèce. Après normalisation de l'expression, l'analyse de l'expression génique a montré que l'infection par le RSV modifiait significativement les schémas d'expression. L'infection par le VRS dans les poumons de S. hispidus a entraîné des altérations plus importantes de l'expression génique que celle de S. fulviventer (Figure 2 supplémentaire).

Changements induits par le VRS dans l'environnement pulmonaire. (A) Titres viraux (protéines RSV G et F) dans les poumons non infectés et infectés déterminés par qRT-PCR normalisé à la β-actine ; changement de pli (calculé par 2−ΔΔCT) sur l'axe des ordonnées. (B) Imagerie histopathologique et (C) score de pathologie généré à l'aveugle pour les tissus pulmonaires sains (n = 4/espèce) et infectés par le VRS (n = 5/espèce) de S. fulviventer et S. hispidus. (D,E) L'analyse DESeq2 de gènes assemblés à partir de tissus pulmonaires (même tissu imagé à partir des figures AB) a révélé plusieurs gènes qui sont exprimés de manière différentielle (DE) entre les tissus sains et infectés (p < 0,05, q < 0,05, l2fc > | 1,0 | ) de S. fulviventer (bleu) et S. hispidus (rouge), dont plusieurs gènes ont été annotés avec succès à l'aide de Trinotate (comme indiqué dans les encadrés). *p ≤ 0,05, **p ≤ 0,01, ***p ≤ 0,001, ****p ≤ 0,0001.

Les analyses d'expression différentielle des gènes (RSV A / Long vs contrôles infectés par une simulation) ont identifié plusieurs gènes qui étaient différemment régulés à la hausse et à la baisse dans les poumons infectés, y compris des gènes uniques et communs à chaque espèce de rat du coton (Fig. 4D). L'infection par le VRS chez S. fulviventer a entraîné 325 gènes uniques surexprimés (98 annotés) et 140 gènes uniques surexprimés (20 annotés). L'infection par le RSV chez S. hispidus a entraîné 750 gènes régulés positivement (44 annotés) et 245 gènes régulés négativement (8 annotés) (Fig. 4D, E, données complètes dans le fichier supplémentaire 5). En combinant les données d'infection des deux espèces, nous avons constaté que 276 gènes (12 annotés) étaient régulés positivement chez les deux espèces tandis que 9 gènes (0 annoté) étaient régulés négativement chez les deux espèces. Seuls les gènes annotés pour chaque espèce ont été sélectionnés pour une analyse plus approfondie. Vingt des gènes annotés les plus exprimés de manière différentielle (sélectionnés en fonction de la fonction et de l'ontologie génétique) sont répertoriés dans le tableau 2 (S. fulviventer) et le tableau 3 (S. hispidus).

Chez S. fulviventer, plusieurs gènes ont été régulés à la baisse lors de l'infection liée à la structure des immunoglobulines (HVM44), aux facteurs de transcription (CREB1, CRY1), à l'intégrité de la structure épithéliale (K2C8), à la formation et au maintien des jonctions serrées (OCLD), à la régulation du trafic membranaire (CPNE3) , la dégradation ciblée de l'ARN (MOV10) et le remodelage tissulaire et l'homéostasie (MFGM). GLYC, qui est la protéine G du VRS, a été marquée comme régulée positivement dans les poumons du VRS en raison de l'absence de lectures dans le groupe non infecté (indiqué par la moyenne de base DESeq2 = 0). Les gènes hôtes régulés positivement étaient liés au système du complément (CFAB), à la signalisation des récepteurs immunitaires (UN93B), au trafic des vésicules (EXOC5), à l'activité antivirale induite par l'interféron (MX2, CXCL10, I27L2, OAS1A, IIGP1, ISG15), au métabolisme des prostaglandines (PGDH) , et transport d'électrons (COX1). Ces gènes de S. fulviventer différentiellement exprimés après une infection par le VRS sont répertoriés dans le tableau 2.

Chez S. hispidus, seul 1 gène annoté était régulé à la baisse : LMTD1, qui est impliqué dans la prolifération cellulaire. D'autres gènes régulés à la baisse avaient des annotations indiquant l'inclusion de peptides de signalisation (via SignalP) et de régions transmembranaires (via TmHMM) mais avec une fonction inconnue (fichier supplémentaire 5). Plusieurs gènes immunitaires surexprimés chez S. hispidus étaient également surexprimés chez S. fulviventer (I27L2, CXCL10, MX2). La plupart des gènes régulés positivement étaient liés à la stimulation de l'activité antivirale par les cytokines (OAS3, CXCL11, IRF9, IFIT1, NLRC5), à la dégradation du protéasome (PSB9), à la réorganisation du cytosquelette en réponse au stress (SYWC, K2C6A), à l'activation des lymphocytes T (HSH2D, LY6E), régulation post-transcriptionnelle (ABEC1), dégradation des protéines virales (RSAD2/Viperin), voie du complément (CO4A, C4BPA), métabolisme chimique (GBP4) et transduction du signal lié à la défense cellulaire (LG3BP). Ces gènes de S. hispidus différentiellement exprimés après une infection par le VRS sont présentés dans le tableau 3.

Parmi les gènes différentiellement exprimés (DEG) après une infection par le VRS, 12 DEG se sont révélés être régulés à la hausse ou à la baisse chez S. fulviventer et S. hispidus. Les chimiokines CXCL10, MX2 et I27L2 figuraient parmi les 10 principaux gènes régulés positivement chez les deux espèces. Les autres DEG dans notre seuil de signification comprennent GBP2, GBP4, IRF9, NLRC5, OAS3, PAR14, RN213, SYWC et IIGP1. Tous les DE peuvent être trouvés dans le fichier supplémentaire 5.

De plus, les termes Gene Ontology (GO) exprimés de manière différentielle ont été déterminés à l'aide du package GoSeq R46. Les principaux GO enrichis dans les poumons infectés de S. fulviventer (Fig. 5A) et de S. hispidus (Fig. 5B) étaient des "processus biologiques" tels que la réponse à la cytokine et à l'interféron-bêta, le processus du système immunitaire, la voie de signalisation des récepteurs de surface cellulaire , et processus viral ; des "fonctions moléculaires" telles que la liaison des ions, l'activité catalytique, l'activité hydrolase et des "composants cellulaires" tels que les organites et le noyau liés à la membrane intracellulaire. D'autres GO enrichis dans les poumons infectés étaient liés à l'amélioration des composants et de la fonction des cellules, tels que les composants de la membrane et de la vésicule, la réponse au stress, la régulation des processus apoptotiques, la régulation de la réplication du génome viral, l'activation des leucocytes et la liaison des glucides et autres composés organiques. Seul S. hispidus avait des GO enrichis dans les tissus sains, et ceux-ci comprenaient le composant cellulaire impliqué dans le complexe facteur d'échange guanyl-nucléotide.

Changements catégoriques dans l'expression des gènes après une infection par le VRS chez (A) S. fulviventer et (B) S. hispidus en utilisant les annotations Gene Ontology (GO) et GoSeq. Termes SwissProt GO sur l'axe des ordonnées (couleur coordonnée basée sur le processus biologique [bleu], le composant cellulaire [vert] ou la fonction moléculaire [rouge]) avec l'expression relative des GO sur l'axe des x (exprimée en GeneRatio, qui est le proportion de gènes différentiellement exprimés dans chaque catégorie GO par rapport au nombre total de gènes différentiellement exprimés dans tous les GO significatifs). GeneRatio positif = enrichi en poumons infectés par le VRS ; GeneRatio négatif = enrichi dans les poumons sains (pas de GO significatifs dans S. fulviventer sain). Tous les GO étaient statistiquement significatifs (p < 0,05, q < 0,05).

Pour confirmer les DEG, trois gènes assemblés de novo ont été sélectionnés en fonction de leur régulation positive au jour 5 après l'infection (Shisp_DN132151_c0_g1 [IIGP1], Shisp_DN12103_c7_g1 [I27L2], Sfulv_DN158_c1_g1 [IIGP1]). La qRT-PCR avec SYBR green a été réalisée avec des amorces conçues pour cibler chaque gène, normalisées au gène domestique de la β-actine. Les trois gènes comprenaient IIGP1 chez S. fulviventer et S. hispidus et I27L2 chez S. hispidus. La qRT-PCR a confirmé la régulation à la hausse du gène après l'infection par le VRS (c'est-à-dire les changements de pli positifs) qui étaient en corrélation avec les données d'ARN-Seq (tableau supplémentaire 2).

De plus, pour confirmer et valider davantage l'analyse d'expression différentielle publiée par Rajagopala et al.27, où S. hispidus a été infecté par le RSV A/Long dans le même établissement avec la même souche et la même concentration de virus, nous avons comparé avec les DEG identifiés dans cette étude. bien que des échantillons aient été prélevés à des jours différents. L'étude de Rajagopala et al.27 comportait deux points dans le temps ; Jour 4 et 6 après l'infection, alors que dans cette étude, nous n'avons prélevé un échantillon qu'au jour 5. Cependant, les paramètres d'analyse DESeq2 utilisés dans les deux études sont les mêmes. Par rapport à Rajagopala et al.27, cette étude actuelle a confirmé 4 des 5 DEG eucaryotes (IFIT1, MX2, OASL2, RSAD2) qui ont été modifiés au jour 4. De même, cette étude a confirmé 29 des 81 DEG suite à une infection par le VRS ( y compris CFAB, GBP2/4/5/6, IFIT1, IIGP1, K2C6A, MX2, OASL2, RSAD2 ; données complètes dans le fichier supplémentaire 5) qui ont été modifiés le jour 6.

Les rats de coton sont d'excellents modèles animaux précliniques pour l'étude des infections par le VRS et d'autres virus, mais sans génome publié pour l'une ou l'autre des espèces, l'analyse génétique ou transcriptomique chez les rats de coton est limitée. Dans cette étude, nous avons généré des transcriptomes complets à partir de plusieurs organes de deux espèces consanguines de rats de coton : S. fulviventer et S. hispidus. La comparaison de nos deux références transcriptomiques a révélé de grandes différences dans l'homologie des séquences de transcription et les niveaux d'expression génique de base entre chaque espèce, bien que le nombre total de gènes annotés et les catégories fonctionnelles (ontologie des gènes, termes KEGG) soient similaires (tableau 1).

Notre assemblage et notre annotation de transcriptome surpassent les normes de qualité et d'exhaustivité des références de transcriptome précédemment publiées chez d'autres animaux35,36,47. La qualité et la profondeur de notre assemblage de transcriptome se sont également améliorées par rapport à notre transcriptome pulmonaire précédent des tissus pulmonaires de S. hispidus27 en raison de l'inclusion de plusieurs tissus. Cela a entraîné près de 3 fois le nombre de transcrits annotés (117 153 contre 38 736) et 6 169 annotations de gènes uniques supplémentaires chez S. hispidus. En outre, notre application de la référence du transcriptome pour déduire les altérations de l'expression génique induites par le VRS montre l'utilité de notre référence dans l'étude et le traitement de nombreuses infections, notamment le VRS, la grippe et d'autres virus respiratoires.

Notre analyse a confirmé de nombreux gènes précédemment impliqués dans l'infection et l'immunité par le VRS. RSAD2 (ou Viperin) est un gène significativement régulé à la hausse lors d'une infection par le RSV chez S. hispidus qui inhibe la formation de filaments de RSV et la transmission virale cellule-cellule sans inhiber l'expression de la protéine virale48. Viperin est également le gène le plus régulé positivement dans l'épithélium nasal humain après une provocation intranasale avec Rhinovirus49. Un autre gène lié au VRS est I27L2, le gène le plus régulé à la hausse chez S. hispidus et S. fulviventer qui est également le gène le plus exprimé différentiellement chez les prématurés atteints d'une infection grave au VRS50. D'autres gènes régulés positivement également impliqués dans l'infection par le VRS comprennent les chimiokines CXCL1051, CXCL1152, LY6E53, MX254, OAS1A55, ISG1556, IRF957, NLRC558 et K2C6A59. Nous avons également identifié des gènes impliqués dans le système du complément (CFAB, CO4A, C4BPA) et le métabolisme des prostaglandines (PGDH), tous deux impliqués dans la réponse de l'hôte au RSV60,61. Les résultats de notre étude confirment l'importance de ces gènes dans la protection médiée par l'hôte contre le VRS et la valeur translationnelle du rat de coton dans la recherche virale.

CRY2 (réglementé à la baisse chez S. fulviventer) a également été indirectement attribué à la gravité de la maladie à VRS. CRY2 est un facteur de transcription qui module les rythmes circadiens par la suppression de BMAL1, un régulateur putatif des facteurs cellulaires essentiels à la réplication virale62. L'analyse des cellules primaires BMAL1-/- a révélé que l'expression faible de BMAL1 améliore la sensibilité à la grippe63, au virus parainfluenza 3 et au RSV64. BMAL1 montre également des variations saisonnières chez l'homme avec des niveaux les plus bas pendant les mois d'hiver pendant la saison de pointe des virus respiratoires62. Bien que ce gène nécessite une étude plus approfondie de son rôle dans la pathogenèse du VRS, il s'agit de la première association d'expression modulée au cours d'une infection par le VRS.

Le rat de coton imite les infections respiratoires chez l'homme en raison de la présence de gènes homologues humains qui sont absents chez d'autres rongeurs de laboratoire (par exemple Mus musculus), c'est-à-dire des gènes MX stimulés par l'interféron65. Notre analyse est cohérente avec la régulation à la hausse de MX2 chez S. fulviventer et S. hispidus (ainsi que MX1, MX1B et MX3 chez S. fulviventer) lors de l'infection par le VRS comme décrit précédemment66, soulignant l'importance de ce modèle dans la capture de l'interféron- induit une réponse immunitaire contre le VRS et d'autres virus. De plus, notre analyse capture la régulation à la hausse de IIGP1 chez S. fulviventer et S. hispidus. IIGP1 est un autre gène stimulé par l'interféron humain avec une importance et une fonction similaires aux gènes Mx, mais il n'est présent que chez la souris en tant que paralogue IGPT67 moins efficace. Une étude sur des souris déficientes en IGPT n'a révélé aucune augmentation de la sensibilité ou de la production de cytokines induite par l'interféron vis-à-vis des agents pathogènes intracellulaires tels que Listeria et le cytomégalovirus, ce qui suggère un mécanisme en amont différent chez la souris68. Nous avons, pour la première fois, annoté avec succès IIGP1 chez des rats de coton et montré sa modulation lors d'une infection par le VRS. Bien que des études de validation fonctionnelle soient nécessaires, les résultats de notre étude soutiennent en outre l'utilité translationnelle du rat de coton comme modèle pour le VRS et d'autres virus respiratoires par rapport aux souris, qui sont déficientes en IIGP-1.

CREB1 (cAMP-responsive element-binding protein 1) est un facteur de transcription largement étudié qui module de nombreux gènes immunitaires et a été régulé négativement chez S. fulviventer lors d'une infection par le VRS. CREB1 favorise les réponses anti-inflammatoires telles que l'inhibition de l'activité NF-κB, l'induction de l'IL-10 et la génération de Tregs69. Il a été observé que l'activation de CREB1 était un moteur de l'efficacité des vaccins contre le VIH-1 chez les primates non humains en recrutant des lymphocytes T CD4 + et des lymphocytes B sur le site de présentation de l'antigène70. De futures études fonctionnelles sont nécessaires pour mieux comprendre s'il existe une association entre le VRS et CREB1.

Un autre gène régulé positivement intéressant à la fois chez S. fulviventer et S. hispidus, SYWC est un activateur induit par l'interféron des voies ERK, Akt et eNOS et de la réorganisation du cytosquelette en réponse au stress et est un marqueur sérique de la tuberculose pulmonaire71. Bien que cette étude soit la première association de SYWC avec une infection par le VRS, une étude plus approfondie pourrait la révéler comme un marqueur d'une infection grave par le VRS dans les tissus et le sérum.

Bien que nous ayons présenté un aperçu complet du transcriptome du rat de coton, nous reconnaissons certaines limites à notre étude. Les données précédemment publiées de Pletneva et al. a montré que différentes souches et isolats de RSV ont une induction différentielle de gènes activés par l'interféron chez des rats du coton66. Alors que l'étude de Pletneva et al. n'inclut que S. hispidus, nous nous attendons à ce que cela soit également vrai pour S. fulviventer en raison d'une sensibilité similaire au RSV A/Long. À cette fin, nous reconnaissons que nos conclusions se limitent au VRS A/Long et que la comparaison transcriptomique des variants du VRS devrait être envisagée pour de futures études. De plus, nous avons identifié plusieurs gènes qui n'ont pas été précédemment impliqués dans l'infection par le VRS, tels que (LG3BP, SYWC, ABEC1, IIGP1, CREB1). Bien que notre analyse suggère des mécanismes inconnus potentiels de pathogenèse, nous reconnaissons que l'association de ces gènes avec l'infection par le VRS est sévèrement limitée en l'absence de données expérimentales. De tels efforts dépassent le cadre de cet article sur le transcriptome de référence du rat cotonnier, mais seront pris en compte pour de futures études.

Ce rapport met en évidence l'utilité du transcriptome de rat de coton pour comprendre les changements transcriptomiques induits par l'infection en l'absence de références génomiques disponibles. Les références de transcriptome de S. hispidus et de S. fulviventer ont été rendues publiques au BioProject PRJNA816878 pour des recherches supplémentaires. De plus, l'identification des séquences de gènes permet une meilleure compréhension de la génétique du rat de coton et la génération d'outils moléculaires, tels que les amorces qRT-PCR et les sondes ciblant les gènes d'intérêt, les protéines recombinantes, les anticorps et d'autres tests. L'analyse de l'expression génique différentielle a révélé des différences spécifiques à l'espèce hôte lors de l'infection par le VRS. Alors que le développement de thérapies contre le VRS nécessite des modèles précliniques robustes et bien développés pour le VRS, nous espérons que nos références de transcriptome et nos associations de gènes avec le VRS pourront accélérer les interventions biomédicales contre ce pathogène d'importance majeure pour la santé publique.

Des rats de coton S. hispidus (n = 8 mâles, 1 femelle) et S. fulviventer (n = 8 mâles, 1 femelle) âgés de quatre à six semaines (~ 100 g) ont été obtenus à partir de la colonie consanguine maintenue à Sigmovir Biosystems , Inc. Les rats de coton de la colonie étaient séronégatifs par ELISA aux virus respiratoires adventices (c'est-à-dire, le virus de la pneumonie des souris, le parvovirus du rat, le coronavirus du rat, le virus Sendai). Chaque espèce a été répartie au hasard en 2 groupes : témoins infectés par le VRS (n = 5) et témoins non infectés (n = 4). L'assemblage et l'annotation du transcriptome ont été effectués sur tous les tissus (poumon entier, gros intestin, cœur, rate et rein) de 2 mâles dans chaque groupe non infecté. Les animaux femelles n'ont été inclus que dans les groupes infectés par le VRS. Pour éviter les combats, tous les animaux ont été logés individuellement dans de grandes cages en polycarbonate et nourris avec un régime alimentaire standard pour rongeurs et de l'eau à volonté. Toutes les procédures animales ont suivi les directives du NIH et de l'USDA approuvées par Sigmovir Biosystems, Inc. IACUC. La conception de l'étude, l'analyse et le rapport des méthodes et des résultats sont présentés conformément aux directives ARRIVE.

La souche Long de RSV A/Long (ATCC Cat. # VR-26) a été propagée dans des cellules HEp-2, et le titre viral a été déterminé en utilisant un essai sur plaque. Des rats de coton ont été inoculés par voie intranasale sous anesthésie à l'isoflurane avec 105 unités formant plaque dans 100 µL de suspension de RSV ou de véhicule PBS. Les animaux ont été sacrifiés par inhalation de dioxyde de carbone au jour 5 de l'infection. Le poumon entier, le gros intestin, le cœur, la rate et les reins ont été disséqués de tous les animaux et congelés dans de l'ARN plus tard (Invitrogen AM7021) pour traitement et séquençage au VUMC.

Les poumons (lobe droit) ont été disséqués et gonflés avec du formol tamponné neutre à 10 % et immergés dans du formol pour la fixation. Les poumons ont été inclus dans des blocs de paraffine, sectionnés et colorés avec de l'hématoxyline et de l'éosine (H&E). Les pathologistes ne connaissaient pas le groupe d'étude et les lames ont été examinées pour 4 paramètres d'infiltration et d'inflammation des cellules immunitaires pulmonaires, comme décrit précédemment72 : péribronchiolite (bronchioles), périvasculite (petits vaisseaux sanguins), pneumonie interstitielle (parois alvéolaires) et alvéolite (espace alvéolaire). ) (énumérés de la gravité la plus faible à la plus élevée). Chaque condition a reçu un score de 0 à 4, où 0 correspond à aucune pathologie et 4 à une pathologie maximale. Les scores correspondent au pourcentage de pathologie présente dans le champ de vision illustré à la Fig. 4A (0 = 0 %, 1 = 5 %, 2 = 25 %, 3 = 75 % et 4 = 100 %). Les scores cumulatifs de pathologie ont été calculés en additionnant le score médian pour chaque condition.

Le nombre de copies d'ARN viral a été déterminé à l'aide de la réaction en chaîne par polymérase de transcription inverse quantitative en temps réel (qRT-PCR) à partir d'ARN extrait d'homogénats pulmonaires (lobe lingulaire) (voir la section suivante Extraction d'ARN et préparation de la bibliothèque d'ADNc pour les méthodes d'extraction). Après extraction, l'ADNc a été généré à l'aide de 1 ug d'ARN total et du kit SuperScript™ III Reverse Transcriptase (Invitrogen™) conformément aux instructions du fabricant. L'ADNc a été dilué au 1:5 et 3 µL ont été ajoutés aux réactions de qPCR en utilisant iQ™ SYBR® Green Supermix (10 µL au total). Les réactions pour chaque cible ont été effectuées en double pour chaque échantillon à l'aide d'amorces (IDT, concentration finale de 250 nm) ciblant les ARNm G et F du RSV et de la β-actine, qui ont été précédemment publiées et validées pour une utilisation chez les deux espèces de rats de coton73. Des témoins sans matrice et un témoin positif (ARN extrait du stock viral RSV A/Long utilisé pour l'infection) ont été analysés sur chaque plaque. Les valeurs CT pour G et F ont été moyennées et normalisées à la β-actine. Les résultats ont été calculés à l'aide de la méthode 2−ΔΔCT74. Les chiffres et l'analyse statistique ont été effectués à l'aide du test de comparaisons multiples de ANOVA/Tukey dans Prism 8.

L'ARN a été préparé comme décrit précédemment27. En résumé, de petites sections de poumon de rat de coton (lobe lingulaire), de gros intestins (côlon d'environ 20 mm, rincé avec du PBS stérile), de rate, de rein et de cœur ont été homogénéisés à l'aide d'un NextAdvance Bullet Blender® avec des tubes RED RINO™ contenant 3,2 mm billes d'acier inoxydable (SSB32) et 2 × volume de QIAzol® Lysis Regent (Qiagen, cat. n° 79306) à vitesse maximale pendant 3 min. L'ARN a été extrait des homogénats à l'aide du kit RNeasy® Plus Universal Mini (Qiagen, n° de catalogue 73404) via QIAzol® supplémentaire (volume total 900 uL), un éliminateur d'ADNg et du chloroforme avec colonne de digestion à la DNase, comme recommandé par le protocole du fabricant. La qualité de l'ARN a été mesurée à l'aide d'un bioanalyseur Agilent 2100 (Agilent Technologies, CA, USA). L'ARNr de l'hôte a été éliminé à l'aide du kit NEBNext rRNA Depletion Kit v2 (n° de catalogue : NEB E7400X). Les bibliothèques d'ADNc ont été préparées en utilisant 1 μg d'ARN total de chaque échantillon à l'aide du kit de préparation de bibliothèque d'ARN NEBNext Ultra II pour Illumina (n° de catalogue : NEB E7805L) en suivant le protocole du fabricant pour l'ARN intact (RIN > 7), les billes AMPure XP pour les étapes de nettoyage (Beckman, cat. No. A63881) et NEBNext Multiplex Oligos for Illumina (Set 1, cat. no: E7600S) pour regrouper les échantillons. Le séquençage a été effectué à l'aide du séquençage Illumina NovaSeq6000 2 × 150 pb dans l'installation principale de Vanderbilt Technologies for Applied Genomics (VANTAGE).

Les données ont ensuite été analysées en échantillons individuels par code-barres. Les séquences d'adaptateur, de faible qualité (minimum Phred 33) et les lectures courtes (< 75 bp) ont été supprimées à l'aide de Trimmomatic (version 0.36, "ILLUMINACLIP : NEB_multiplexoligos.fa:2:30:10 TRAILING:3 SLIDINGWINDOW:4:15 MINLEN:75 ")75. Seules les lectures appariées qui ont dépassé le seuil de qualité tel que décrit dans76 ont été retenues.

Environ 921 millions de lectures appariées de tissus sains ont été utilisées pour l'assemblage de novo du transcriptome à l'aide du progiciel Trinity v2.13.131, avec des paramètres par défaut de 50 × couverture. 314,5 millions de lectures appariées supplémentaires de poumons infectés par un virus ont été utilisées pour une analyse expérimentale. Les contigs ont été assemblés pour S. fulviventer et S. hispidus en regroupant d'abord les contigs / transcriptions individuels en «gènes», suivis de la construction de graphiques de de Bruijn pour rapporter des isoformes épissées alternativement de pleine longueur. Tous les transcrits ont ensuite été filtrés par coupure de longueur de transcrit de <200 bp à l'aide de SeqKit32, annotation de contaminant (annotation Blast de "virus", "bactérie" ou "champignon"), similarité de séquence de 95 % ou plus à l'aide de CD-HIT33, et élimination d'ARNm redondants sélectionnés par le pipeline EvidentialGene tr2aacds34. Les statistiques d'assemblage des transcriptions finales, telles que le nombre moyen de transcriptions, la longueur de la transcription, la longueur moyenne de la transcription, N50, sont répertoriées dans le tableau 1. Les lectures brutes et les données d'assemblage seront déposées dans SRA sous BioProject PRJNA816878 lors de l'acceptation du manuscrit pour publication.

Le package RSEM a été utilisé pour quantifier et normaliser les abondances de gènes et d'isoformes à partir de données d'ARN-Seq appariées77. RSEM permet une quantification précise de la transcription par échantillon et type d'échantillon sans génome de référence. Le TPM (transcription par million de lectures cartographiées) a été calculé à l'aide du package RSEM avec l'aligneur Bowtie2, et un seuil de TPM> 1 a été utilisé pour filtrer les transcriptions assemblées de faible qualité à utiliser pour l'analyse de l'expression différentielle. L'Ex90N50 a été calculé à l'aide du script Trinity contig_ExN50_statistic.pl.

Le pipeline d'annotation Trinotate v3.2.2 a été utilisé pour annoter les transcriptions de S. hispidus et de S. fulviventer. BlastX et BlastP (seuil de valeur e de 1e-05)42 ont été utilisés pour trouver l'homologie de séquence des contigs individuels et des régions codant pour les protéines (déterminées par Transdecoder, https://github.com/TransDecoder/TransDecoder) par rapport à la base de données UniProt/SwissProt41 (données trouvées dans le fichier complémentaire 6). Termes KEGG43, termes Gene Ontology44 et termes EggNOG45 de l'alignement de la base de données Swissprot41 avec BLAST42. D'autres outils du pipeline ont annoté des transcrits basés sur des domaines protéiques via Pfam78, des hélices transmembranaires via TmHMM79 et des protéines de signalisation80.

Les poumons isolés des groupes infectés par le RSV et non infectés ont été traités et séquencés comme décrit ci-dessus. Le pipeline Trinotate a été utilisé pour annoter toutes les lectures des groupes expérimentaux par rapport à notre référence. Les niveaux d'expression normalisés des transcrits dans les tissus ont été déterminés à l'aide de Salmon81 et de la métrique TPM (transcriptions par million); seuls les transcrits avec un TPM> 1 ont été utilisés pour l'analyse de l'expression différentielle en aval (S. fulviventer = 270 451, S. hispidus = 474 882). Les matrices de comptage brut au niveau des gènes pour chaque espèce se trouvent dans le fichier supplémentaire 7. Le package DESeq238 a été utilisé dans le pipeline pour comparer le groupe expérimental (poumons infectés par le VRS) contenant des réplicats biologiques avec le groupe témoin correspondant (poumons non infectés). Gènes avec ap < 0,05, p ajusté < 0,05 ("q"/taux de fausses découvertes/Benjamini-Hochberg) et un changement de facteur log2 >|1| ont été traités comme différentiellement exprimés. Nous avons utilisé le package goseq dans Bioconductor pour détecter les termes GO différentiellement abondants44. Les GO avec ap < 0,05 et p ajusté < 0,05 ("q"/taux de fausse découverte/Benjamini-Hochberg) ont été traités comme exprimés de manière différentielle.

L'ARN extrait du tissu pulmonaire a été utilisé pour les tests qRT-PCR. La qRT-PCR a été réalisée en double à l'aide du kit SuperScript™ III Reverse Transcriptase (Invitrogen™) et du iQ™ SYBR® Green Supermix comme décrit ci-dessus. Les amorces qRT-PCR ont été conçues pour 3 gènes régulés positivement sélectionnés au hasard sur la base d'un assemblage de novo et d'une analyse d'expression différentielle (Shisp_DN132151_c0_g1, Shisp_DN12103_c7_g1, Sfulv_DN158_c1_g1). Les amorces ont été conçues à l'aide de Primer3Plus82 et sont rapportées dans le tableau supplémentaire 2. Des contrôles sans modèle ont été exécutés sur chaque plaque. Les valeurs CT techniques répliquées ont été moyennées pour chaque gène et normalisées par rapport au gène domestique de la β-actine. Les résultats ont été calculés en tant qu'induction de changement de pli sur des poumons non infectés à l'aide de la méthode 2-ΔΔCT74. De plus, pour confirmer davantage l'expression différentielle des gènes, nous avons comparé les résultats de notre étude actuelle à notre précédente annotation du transcriptome pulmonaire de S. hispidus lors d'une infection par le VRS27 en utilisant les mêmes paramètres de signification DESeq2 (p < 0,05, q < 0,05, l2fc >| 1.0 |).

Aucun sujet humain n'a participé à cette étude. Toutes les procédures animales ont suivi les directives du NIH et de l'USDA et ont été approuvées par le Sigmovir Biosystems, Inc. IACUC.

Les données de séquençage seront déposées au NCBI Short Read Archive (SRA) lors de l'acceptation du manuscrit dans le cadre du BioProject PRJNA816878. Pour d'autres détails, veuillez contacter les auteurs correspondants pour les demandes de données spécifiques.

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Nous remercions M. Charles Smith et Mme Martha Malache, techniciens ABSL2 chez Sigmovir Biosystems Inc., pour l'élevage, la manipulation et les soins des rats de coton. Nous remercions Angela Jones et d'autres chez VANTAGE pour le CQ et le séquençage de nos échantillons.

Ce travail a été soutenu par des fonds de l'Institut national des allergies et des maladies infectieuses (sous les numéros de prix R21AI142321-02S1, R21AI142321, R21AI154016 et R21AI149262); Ce travail a été soutenu par des subventions AI163543, AI109926, AI125215 à JCGB ; les Centres de contrôle et de prévention des maladies (CDC) 75D3012110094 ; le National Heart, Lung, and Blood Institute (sous les numéros de récompense K23HL148638 et R01HL146401) et le Vanderbilt Technologies for Advanced Genomics Core (subventions des National Institutes of Health sous les numéros de récompense UL1RR024975, P30CA68485, P30EY08126 et G20RR030956). Le contenu relève de la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les opinions officielles des organismes de financement.

Département de pathologie, microbiologie et immunologie, Vanderbilt University Medical Center, Nashville, TN, États-Unis

Britton A. Strickland et Suman R. Das

Division des maladies infectieuses, Département de médecine, Vanderbilt University Medical Center, 1211 21st Avenue South, S2108 Medical Center North, Nashville, TN, 37232, États-Unis

Seesandra V. Rajagopala, Meghan H. Shilts, Suman B. Pakala et Suman R. Das

Sigmovir Biosystems Inc., 9610 Medical Center Drive, Suite 100, Rockville, MD, 20850, États-Unis

Arash Kamali, Marina S. Boukhvalova & Jorge CG Blanco

Département d'informatique, groupe de génomique et de bioinformatique, Université de Floride centrale, Orlando, Floride, États-Unis

Shibu Yoseph

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BAS, SVR, SY, JCGB et SRD ont contribué à la conception de l'étude. AK et MSB ont contribué aux expérimentations animales et à la collecte d'échantillons. BAS a contribué au traitement et au séquençage des échantillons. BAS a contribué aux analyses bioinformatiques et statistiques avec la consultation de SVR, MHS, SBP et SYJCGB et SRD a obtenu le financement de la recherche soutenant cette étude. BAS et SRD ont rédigé la version initiale du manuscrit, et tous les auteurs ont révisé et approuvé la version finale. Tous les auteurs ont examiné le manuscrit et consentir à la publication.

Correspondance à George CG White ou Suman R. Das.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

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Réimpressions et autorisations

Strickland, BA, Rajagopala, SV, Kamali, A. et al. Modifications transcriptomiques spécifiques à l'espèce lors d'une infection par le virus respiratoire syncytial chez des rats de coton. Sci Rep 12, 16579 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-19810-4

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Reçu : 27 mai 2022

Accepté : 05 septembre 2022

Publié: 04 octobre 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-022-19810-4

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